Metody rozpoznawania anaplazmozy granulocytarnej u psów

Anaplazmoza granulocytarna to transmisyjna, wielonarządowa choroba ludzi i zwierząt, przebiegająca z trombocytopenią [1-6]. Jej czyn  nikiem etiologicznym jest Anaplasma phagocytophilum, niewielka, Gram-ujemna bakteria o sferoidalnym lub pleomorficznym kształcie, utrzymująca się w zakażonym organizmie wewnątrz granulocytów obojętno- oraz kwasochłonnych, w obrębie których namnaża się, tworząc struktury określane mianem moruli [2,4]. Klasyfikuje się ją w obrębie rodzaju Anaplasma, w rzędzie Rickettsiales.

Fot. 1. Obecność moruli A. phagocytophilum w neutrofilach.

Rząd Rickettsiales powstał z połączenia rodzin Anaplasmataceae i Rickettsiaceae. Na podstawie wyników badań molekularnych do A. phagocytophilum zaliczono patogeny uważane wcześniej za odrębne gatunki: Ehrlichia phagocytophila, E. equi i czynnik HGE (Human Granulocytic Ehrlichiosis agent – HGE agent) [1,4]. Choroba występuje w okresie wiosennym i jesiennym – sezonie aktywności kleszczy [5].

Wektorem A. phagocytophilum w Europie jest Ixodes ricinus. W populacji kleszczy A. phagocytophilum przekazywana jest transstadialnie [5]. Pajęczaki ulegają zakażeniu podczas pasożytowania na zwierzętach stanowiących rezerwuar zarazka. Stanowić go mogą zwierzęta domowe i dziko żyjące, w tym gryzonie [2, 9, 10]. By doszło do transmisji patogenu z zakażonych kleszczy na ssaki, konieczne jest utrzymywanie się tego ostatniego w powłokach ciała żywiciela 2-36 godzin [11, 12]. W Azji riketsje przenoszone są przez I. persulcatus oraz Dermacentor silva rum, zaś w Ameryce Północnej ich wektorem są I. pacificus oraz I. scapularis [2-4].

W medycynie weterynaryjnej pierwsze przypadki anaplazmozy granulocytarnej opisano u owiec w Szkocji [8, 9], a następnie u koni w 1968 roku w Kalifornii. U psów anaplazmoza garnulocytarna została stwierdzona po raz pierwszy w Kalifornii w roku 1982 [13, 14]. Po tym, jak w 1993 roku w Stanach Zjednoczonych opisano pierwszy przypadek ludzkiej anaplazmozy granulocytarnej (HGA – human granulocytic anaplasmosis) [15], choroba stała się przedmiotem zainteresowania zarówno lekarzy medycyny ludzkiej, jak i weterynaryjnej.

W Europie przypadki anaplazmozy granulocytarnej u psów notowano w Austrii, Włoszech, Szwecji, Szwajcarii, w Niemczech, w Polsce oraz w Anglii [16-23]. Stwierdzono, iż występowanie choroby u psów koreluje z wykazaniem jej przypadków na danym terenie u ludzi.

Ponieważ w ostatnim czasie przypadki anaplazmozy granulocytarnej u psów w Polsce, zwłaszcza centralnej i wschodniej, stwierdzane są z większą częstotliwością, a choroba stanowi zagrożenie dla zdrowia człowieka, celem artykułu jest przedstawienie zasad jej diagnostyki u psów.

Diagnostyka anaplazmozy granulocytarnej u psów

Informacje uzyskane w wywiadzie przy podejrzeniu anaplazmozy

Już na etapie wywiadu z właścicielami zwierząt lekarz może podejrzewać anaplazmozę. Fakt, iż właściciele notowali w ostatnim czasie na powłokach ciała psa kleszcze, zwierzę przebywało lub pochodzi z obszaru endemicznego dla choroby, a przy tym zdradza objawy kliniczne, nasuwające jej podejrzenie, może stanowić sugestię co do omawianej jednostki chorobowej.

Czynnikami ryzyka decydującymi o możliwości wystąpienia choroby u psów są pora roku oraz zakażenia towarzyszące (głównie na tle innych patogenów przenoszonych przez kleszcze). W Polsce przypadki anaplazmozy najczęściej notowane są na wiosnę oraz jesienią, czyli w sezonie aktywności nimf i dorosłych form rozwojowych kleszczy. Jak wykazują badania szwedzkie, wraz z wiekiem zwierząt zwiększa się odsetek dodatnich seroreagentów dla A. phagocytophilum w populacji psów, co wskazuje na powtarzające się ekspozycje zwierząt na zakażenia tymi riketsjami [24]. Choroba najczęściej notowana jest u osobników w wieku 6-8 lat [16, 23, 25]. Na ogół nie stwierdza się predyspozycji rasowych do jej występowania [23, 26], aczkolwiek w jednym z badań prawie połowa psów z anaplazmozą granulocytarną należała do rasy golden retriever [16].

Objawy kliniczne anaplazmozy granulocytarnej

Okres inkubacji choroby wynosi 1-2 tygodnie. Pierwsze objawy anaplazmozy granulocytarnej są nieswoiste. U chorych psów rozwija się gorączka, zwierzęta są apatyczne i ospałe, nie wykazują apetytu [16, 25, 26]. Stosunkowo często obserwuje się bolesność mięśni oraz kulawizny, będące następstwem zapalenia stawów [20, 27]. U zakażonych osobników notowano także kaszel. Na podstawie badania radiologicznego takich pacjentów, w obrazie RTG klatki piersiowej stwierdzano obecność nacieków w tkance płucnej, zaś w popłuczynach pobranych z tchawicy obecność znacznej ilości neutrofilii zawierających morule [28].

Rzadziej obserwuje się polidypsję, bladość błon śluzowych, wymioty, biegunkę oraz wybroczyny na błonach śluzowych, krwiste stolce oraz krwawienia kropelkowe z nosa [23, 25, 26]. Z innych nieprawidłowości wymienić należy powiększenie węzłów chłonnych oraz śledziony, będące następstwem hiperplazji tkanki limfatycznej. Splenomegalia może zostać stwierdzona omacywaniem jamy brzusznej, w badaniu RTG lub USG [23, 25]. Podejrzewa się, iż następstwem zakażeń  A. phagocytophilum może być także rozwój objawów nerwowych. Chociaż dotychczas u psów nie potwierdzono kategorycznie żadnego przypadku nerwowej postaci anaplazmozy, obserwacje prowadzone na ludziach wskazują, iż w przebiegu ludzkiej anaplazmozy granulocytarnej mogą pojawiać się zaburzenia neurologiczne [29].

Badania hematologiczne i biochemiczne

Badaniem hematologicznym u chorych psów (w około 90% przypadków) stwierdza się trombocytopenię oraz limfopenię łagodną do ciężkiej. U większości zwierząt dochodzi także do rozwoju eozynopenii, natomiast liczba neutrofilli prawie zawsze pozostaje w granicach normy fizjologicznej; nie stwierdza się także zwiększonej ilości formy pałeczkowatej tych krwinek. W przypadku mniej aniżeli 50% zakażonych zwierząt stwierdza się łagodnego lub średniego stopnia nieregeneratywną, normochromatyczną, normocytarną anemię.

Klinicznym objawem zmniejszenia liczby płytek krwi jest występowanie wybroczyn na błonach śluzowych. Mechanizm powodujący trombocytopenię nie jest do końca wytłumaczony, przyjmuje się, iż jego powodem może być immunologiczne niszczenie płytek krwi, zwiększona ich fagocytoza przez makrofagi, hipoplazja szpiku oraz nasilony rozpad płytek krwi w śledzionie. Niekiedy w powstawanie trombocytopenii zaangażowane są jednocześnie wszystkie wymienione mechanizmy [30]. Stosunkowo często w badaniu morfologicznym krwi pobranej od chorych osobników stwierdzano także leukopenię.

Oprócz trombocytopenii jest ona często wymieniana jako jeden z głównych objawów anaplazmozy u zwierząt [31, 32, 33]. Niektórzy autorzy stwierdzali różną liczbę leukocytów u psów z tą chorobą [34]. Z obserwacji własnych wynika, że leukopenii na ogół towarzyszą nieznaczna neutropenia i znaczna limfopenia, które razem z eozynopenią są charakterystyczne dla leukogramu stresowego. W przypadkach anaplazmozy neutropenia może pojawić się przy przewlekłym przebiegu choroby [31, 33]. Wywołana jest prawdopodobnie czynnikami immunologicznym, hipoplazją lub dysplazją szpiku kostnego. Jako jej przyczynę wymienia się również wzrost liczby plazmocytów w szpiku kostnym, co obserwowano u psów [35].

Mimo że zakażeniu riketsjami może towarzyszyć zarówno limfocytoza, jak i limfopenia [30, 35], obserwacje własne pokazują, iż częściej u zakażonych zwierząt stwierdzana jest znacznego stopnia limfopenia. Wśród limfocytów wykazywano charakterystyczne dla tej choroby komórki odczynowe (do 50%) – plazmocyty oraz limfocyty odczynowe z pofałdowanym jądrem i ciemnoniebieską cytoplazmą, często z ziarnistościami. Opisano nawet limfocytozę sugerującą białaczkę limfocytarną z powodu obecności dużych, ziarnistych limfocytów [35].

Badaniem biochemicznym u chorych osobników wykazać można średnią lub znaczną hipoalbuminemię, a także wzrost aktywności ALP. W przebiegu choroby obserwowano również występowanie białkomoczu, niemniej jednak przebadano zbyt małą liczbę próbek tego materiału, by móc z całą pewnością potwierdzić, iż jest to zaburzenie typowe dla infekcji [36].

Badanie mikroskopowe rozmazów krwi

Mikroskopowe badanie rozmazów krwi stanowi stosunkowo szybką metodę diagnozowania anaplazmozy, niemniej jednak jego wynik uzależniony jest z jednej strony od intensywności bakteriemii, z drugiej zaś od dokładności i doświadczenia osoby oceniającej preparat.

Badaniem mikroskopowym rozmazów krwi pobranej od chorych osobników barwionych metodą Diff-Quick, Wrighta lub Giemzy można wykazać obecność moruli A. phagocytophilum w cytoplazmie granulocytów. Morule to wtręty koloru od ciemnoniebieskiego do fioletowego, zbudowane z wielu delikatnych ciałek początkowych kształtu okrągłego, owalnego lub pręcikowatego, o wielkości 0,18-1,4 µm, umieszczonych w wodniczkach otoczonych błoną. Niekiedy ulegają rozpadowi na pojedyncze ciałka podstawowe [37, 38]. W ostrej fazie infekcji morule mogą być stwierdzane w  7-32% neutrofilii. U doświadczalnie zakażonych psów morule w granulocytach obojętnochłonnych pojawiały się 4 dni po zakażeniu i utrzymywały przez 4-8 dni [25, 26, 39].

Wykazanie w badaniu mikroskopowym, np. plazmocytów czy też limfocytów odczynowych u zwierząt, które miały kontakt z kleszczami i wykazują objawy kliniczne, może nasuwać podejrzenie anaplazmozy, nawet mimo braku stwierdzenia ciałek wtrętowych w leukocytach, ale dopiero obecność tych ostatnich jest na tyle charakterystyczna, że uprawnia do podjęcia stosownej terapii [35].

Łańcuchowa reakcja polimerazy (PCR)

Coraz częściej w rozpoznawaniu anaplazmozy granulacytarnej oraz w ocenie sytuacji epizootycznej, w tym w wykrywaniu zakażeń subklinicznych tymi riketsjami, wykorzystywane są metody biologii molekularnej, a przede wszystkim PCR (łańcuchowa reakcja polimerazy). Technika PCR pozwala na wczesne rozpoznanie zakażenia, a materiałem, z którego można izolować DNA do tego badania, mogą być: pełna krew, leukocyty, szpik kostny lub skrawki śledziony. Badanie przeprowadza się przy użyciu specyficznych starterów ograniczających fragment wybranego genu riketsji.

Wybór genu, na którego podstawie przeprowadzana będzie identyfikacja patogenu, zależy od założonego celu badań. Określanie sekwencji uzyskanych amplikonów dostarcza cennych informacji do analiz epidemiologicznej i taksonomicznej. PCR oraz sekwencjonowanie uzyskanych amplikonów pozwala na przeprowadzenie analizy filogenetycznej i dokładne określenie czynnika etiologicznego choroby [40].

Genem powszechnie wykorzystywanym w diagnostyce molekularnej anaplazmozy granulocytarnej jest 16S RNA. Jest to gen konserwatywny, o stabilnej sekwencji nukleotydowej wykazującej wysoką homologię pomiędzy różnymi gatunkami Ehrlichia i Anaplasma. Ze względu na tę stabilność sekwencji nie jest on jednak dobrym markerem do analizy filogenetycznej. W ostatnim czasie w tym celu coraz częściej wykorzystywany jest obszar ITS (internal transcribed spacer) pomiędzy genami 23S i 5S operonu genów kodujących rRNA. Obszar ten charakteryzuje się niewielkim stopniem podobieństwa oraz różną długością u poszczególnych przedstawicieli riketsji należących do rodzajów Anaplasma i Ehrlichia. Do różnicowania wewnątrzgatunkowego wykorzystywany jest gen msp2. Analiza sekwencji genu msp2 umożliwia różnicowanie szczepów patogennych dla człowieka i zwierząt, co jest istotne z punktu widzenia zdrowia publicznego. Oprócz genu msp2 z rodziny wielogenowej p44 do identyfikacji patogenów wykorzystywany jest także gen msp4. Amplifikując fragmenty tego genu, potwierdzono obecność A. phagocytophilum w kleszczach zebranych z jeleni iberyjskich i dzików europejskich na terenie centralnej Hiszpanii [36].

Większą zmienność genetyczną, w porównaniu z genem 16S rRNA, wykazują także geny: ankA i operon groESL, czyli operon szoku termicznego [10, 30]. Gen AnkA, kodujący białko ankirynopodobne, jest markerem niezbędnym do identyfikowania lokalnych populacji A. phagocytophilum [36].

Wadą PCR jest możliwość uzyskania wyników fałszywie ujemnych. Mogą być one spowodowane zanieczyszczeniem badanej próbki oraz nieodpowiednio dobranym materiałem. Najczęściej wykorzystywanym materiałem, z którego izolowane jest bakteryjne DNA, jest krew. Zaznaczyć jednak należy, iż riketsje we krwi występują tylko w okresie bakteriemii. Jeżeli drobnoustroje umiejscowią się np. w stawach, badanie krwi metodą PCR może dać wynik ujemny.

Wyniki fałszywie dodatnie mogą być następstwem utrzymywania się w tkankach zakażonych zwierząt po antybiotykoterapii fragmentów DNA bakterii, które mogą zostać wykryte badaniem PCR. Dużą wadą łańcuchowej reakcji polimerazy jest wobec tego brak odróżnienia drobnoustrojów żywych od martwych.

Badanie hodowlane

Badanie hodowlane nie odgrywa większej roli w diagnostyce anaplazmozy granulocytarnej. Drobnoustroje te nie namnażają się na standardowych podłożach bakteriologicznych. Hodowlę wszystkich szczepów A. phagocytophilum in vitro można natomiast prowadzić na linii ludzkich komórek HL-60. Technika kultywacji drobnoustrojów wykorzystywana jest przez liczne laboratoria podczas badań nad chorobą, jednakże nie jest powszechnie dostępna. Czynnikami ograniczającymi jej dostępność są wysokie koszty badania oraz jego czasochłonność [36].

Badanie serologiczne

W rozpoznawaniu infekcji wykorzystywane są także badania serologiczne oparte na pośrednim teście immunofluorescencyjnym – IFAT (Indirect Fluorescent Antibody Test) i teście ELISA [38, 41]. Testy te mają ograniczoną przydatność w diagnostyce ostrej fazy infekcji, gdy nie doszło jeszcze do wytworzenia specyficznych dla
A. phagocytophilum przeciwciał w surowicy zakażonego zwierzęcia. Ponadto obserwowane są w nich także reakcje krzyżowe pomiędzy A. phagocytophilum a innymi riketsjami.

Na rynku produktów weterynaryjnych dostępne są szybkie zestawy diagnostyczne dla psów oparte na technologii ELISA, pozwalające na wykazanie w organizmie podejrzanego zwierzęcia przeciwciał dla Anaplasma phagocytophilum, Ehrlichia canis, Borrelia burgdorferi oraz antygenu Dirofilaria immitis. Jak podają producenci, czułość testów dla A. phagocytophilum wynosi 91,7-96,1%, a ich swoistość 88,7-99,3%. Testy te, mimo że przeznaczone są dla psów, mogą być także wykorzystywane w diagnostyce anaplazmozy granulocytarnej kotów [36]. Co więcej, jak wykazały wyniki badań własnych, w pewnych sytuacjach testy mogą być wykorzystane także do rozpoznawania choroby na wczesnym jej etapie, co może wskazywać na szybsze pobudzenie układu immunologicznego zwierząt przez riketsje do produkcji swoistych dla nich immunoglobulin.

Reasumując, należy stwierdzić, iż omawiane testy są cennym narzędziem diagnostycznym, łatwym do zastosowania w warunkach klinicznych. Prostota ich wykonania i krótki czas oczekiwania na wynik przy stosunkowo wysokiej czułości i swoistości decydują o ich atrakcyjności dla lekarzy weterynarii [42].

Podsumowanie

Anaplazmoza granulocytarna psów notowana jest zwłaszcza na terenach wschodnich naszego kraju. Choroba stanowi zagrożenie dla zdrowia człowieka. U ludzi występuje samoistnie lub towarzyszy innym infekcjom, jak borelioza czy odkleszczowe zapalenie mózgu [43]. Większość przypadków zakażeń na tle riketsji u ludzi przebiegała bezobjawowo i ustępowała samoistnie [44]. Stałe utrzymywanie się A. phagocytophilum na obszarze Polski zarówno w organizmach kleszczy, zwierząt towarzyszących, jak i zwierząt dziko żyjących, stanowiących rezerwuar zarazka dla pajęczaków, wskazuje na konieczność monitoringu choroby zarówno u ludzi, jak i zwierząt.

Fakt, iż przebieg anaplazmozy granulocytarnej, zarówno u zwierząt, jak i ludzi, może być ostry powinien być czynnikiem przestrzegającym przed bagatelizowaniem tej jednostki i wskazuje na konieczność uwzględnienia jej w diagnostyce różnicowej chorób wektorowych. Dlatego, by postawić ostateczne rozpoznanie anaplazmozy granulocytarnej, obok wyników badania klinicznego i danych uzyskanych z wywiadu, konieczne jest wykonanie szczegółowych badań dodatkowych.

Piśmiennictwo:

Richter P.J. Jr, Kimsey R.B., Madigan J.E. et al.: Ixodes pacificus (Acari: Ixodidae) as a vector of Ehrlichia equi (Rickettsiales: Ehrlichieae). „J. Med. Entomol.” 1996, 33, 1-5.

Telford III S.R., Dawson J.E., Katavolos P. et al.: Perpetuation of the agent of human granulocytic ehrlichiosis in a deer tick–rodent cycle. „Proc. Natl. Acad. Sci. USA.” 1996, 93, 6209-6214.

Cao W.C., Zhao Q.M., Zhang P.H. et al.:Granulocytic Ehrlichiae in Ixodes persulcatus ticks from an area in China where Lyme disease is endemic. „J. Clin. Microbiol.” 2000, 38, 4208-4210.

Dumler J.S., Barbet A.F., Bekker C.P.J. et al.: Reorganization of genera in the families Rickettsiaceae and Anaplasmataceae in the order Rickettsiales: unification of some species of Ehrlichia with Anaplasma, Cowdria with Ehrlichia and Ehrlichia with Neorickettsia, descriptions of six new species combinations and designation of Ehrlichia equi and ‚HGE agent’ as subjective synonyms of Ehrlichia phagocytophila. „Int. J. Syst. Evol. Microbiol.” 2001, 51, 2145-2165.

Bown K.J., Lambin X., Telford G.R. et al.: Relative importance of Ixodes ricinus and Ixodes trianguliceps as vectors for Anaplasma phagocytophilum and Babesia microti in field vole (Microtus agrestis) populations. „Appl. Environ. Microbiol.” 2008, 74, 7118-7125.

Santos A.S., Alexandre N., Sousa R. et al.: Serological and molecular survey of Anaplasma species infection in dogs with suspected tickborne disease in Portugal. „Vet. Rec.” 2009, 164, 168-171.

Santos A.S., Santos-Silva M.M., Sousa R. et al.: PCR-based survey of Anaplasma phagocytophilum in Portuguese ticks (Acari: Ixodidae). „Vector Borne Zoonotic Dis.” 2009, 9, 33-40.

Foggie A.: Studies on the infectious agent of tick-borne fever in sheep. „J. Pathol. Bacteriol.” 1951, 63, 1-15.

Adaszek Ł., Klimiuk P., Skrzypczak M. et al.: The identification of Anaplasma spp. isolated from fallow deer (Dama dama) on a free-range farm in eastern Poland. „Pol. J. Vet. Sci.” 2012, 15, 393-394.

Dzięgiel B., Adaszek Ł., Winiarczyk S.: Zakażenia Anaplasma phagocytophilum u zwierząt dziko żyjących. „Med. Weter.” 2015, 71(4), 211-214.

Hodzic E., Fish D., Maretzki C.M., De Silva A.M. et al.: Acquisition and transmission of the agent of human granulocytic ehrlichiosis by Ixodes scapularis ticks. „J. Clin. Microbiol.” 1998, 36, 3574-3578.

Katavolos P., Armstrong P.M., Dawson J.E., Telford S.R. 3rd.: Duration of tick attachment required for transmission of granulocytic ehrlichiosis. „J. Infect. Dis.” 1998, 177, 1422-1425.

Gribble D. H.: Equine ehrlichiosis. „J. Am. Vet. Med. Assoc.” 1969, 155, 462-469.

Madewell B.R., Gribble D.H.: Infection in two dogs with an agent resembling Ehrlichia equi. „J. Am. Vet. Med. Assoc.” 1982, 180, 512-514.

Chen S.M., Dumler J.S., Bakken J.S., Walker D.H.: Identification of a granulocytotropic Ehrlichia species as the etiologic agent of human disease.
„J. Clin. Microbiol.” 1994, 32, 589-595.

Egenvall A.E., Hedhammar A.A., Bjöersdorff A.I.: Clinical features and serology of 14 dogs affected by granulocytic ehrlichiosis in Sweden. „Vet. Rec.” 1997, 140, 222-226.

Gravino A.E., De Caprariis D., Manna L. et al.: Preliminary report of infection in dogs related to Ehrlichia equi: description of three cases. „New Microbiol.” 1997, 20, 361-363.

Pusterla N., Huder J., Wolfensberger C. et al.: Granulocytic ehrlichiosis in two dogs in Switzerland.  „J. Clin. Microbiol.” 1997, 35, 2307-2309.

Manna L., Alberti A., Pavone L.M. et al.: First molecular characterization of a granulocytic Ehrlichia strain isolated from a dog in South Italy. „Vet. J.” 2004, 167, 224-227.

Skotarczak B., Adamska M., Rymaszewska A. et al.: Anaplasma phagocytophila and protozoans of Babesia genus in dogs from endemic areas of Lyme disease in north-western Poland. „Wiad. Parazytol.” 2004, 50, 555-561.

Bexfield N.H., Villiers E.J., Herrtage M.E.: Immune-mediated haemolytic anaemia and thrombocytopenia associated with Anaplasma phagocytophilum in a dog. „J. Small Anim. Pract.” 2005, 46, 543-548.

Kirtz G., Meli M., Leidinger E. et al.: Anaplasma phagocytophilum infection in a dog: identifying the causative agent using PCR. „J. Small. Anim. Pract.” 2005, 46, 300-303.

Kohn B., Galke D., Beelitz P., Pfister K.: Clinical features of canine granulocytic anaplasmosis in 18 naturally infected dogs. „J. Vet. Intern. Med.” 2008, 22, 1289-1295.

Egenvall A., Bonnett B.N., Gunnarsson A. et al.: Sero-prevalence of granulocytic Ehrlichia spp. and Borrelia burgdorferi sensu lato in Swedish dogs 1991-94. „Scand. J. Infect. Dis.” 2000, 32, 19-25.

Greig B., Asanovich K.M., Armstrong P.J., Dumler J.S.: Geographic, clinical, serologic, and molecular evidence of granulocytic ehrlichiosis, a likely zoonotic disease, in Minnesota and Wisconsin dogs. „J. Clin. Microbiol.” 1996, 34, 44-48.

Poitout F.M., Shinozaki J.K., Stockwell P.J. et al.: Genetic variants of Anaplasma phagocytophilum infecting dogs in Western Washington State.
„J. Clin. Microbiol.” 2005, 43, 796-801.

Foley J., Drazenovich N., Leutenegger C.M., Chomel B.B.: Association between polyarthritis and thrombocytopenia and increased prevalence of vectorborne pathogens in Californian dogs. „Vet. Rec.” 2007, 160, 159-162.

Plier M.L., Breitschwerdt E.B., Hegarty B.C., Kidd L.B.: Lack of evidence for perinatal transmission of canine granulocytic anaplasmosis from a bitch to her offspring. „J. Am. Anim. Hosp. Assoc.” 2009, 45, 232-238.

Lee F.S., Chu F.K., Tackley M. et al.: Human granulocytic ehrlichiosis presenting as facial diplegia in a 42-year-old woman. „Clin. Infect. Dis.” 2000, 31, 1288-1291.

Carrade D.D., Foley J.E., Borjesson D.L., Sykes J.E.:  Canine granulocytic anaplasmosis: a review.
„J. Vet. Intern. Med.” 2009, 23, 1129-1141.

Kim H-Y., Mott J., Zhi N. et al.: Cytokine gene expression by peripheral blond leukocytem in horses experimentally infected with Anaplasma phagocytophila. „Clin. Diagn. Lab. Immunol.” 2002, 9, 1079-1084.

Leipidi H., Bunnell J., Martin M. et al.: Comparison pathology and immunohistology associated with clinical illness after Ehrlichia pgagocytophila-group infections. „Am. J. Trop. Med. Hyg.” 2000, 62, 29-37.

Hamilton K., Standaert S., Kinney M.: Characteristic peripheral blood findings in human ehrlichiosis . „Mod. Pathol.” 2004, 17, 512-517.

Ettinger S.J., Feldman E.C.: Textbook of Veterinary Internal Medicine: diseases of the dog and cat.  W.B. Saunders Co., 5th ed., Philadelphia 2000.

Łukaszewska J., Adaszek Ł., Winiarczyk S.: Obraz krwi w przebiegu anaplazmozy granulocytarnej u psów i koni. „Życie Wet.” 2008, 83, 827-831.

Adaszek Ł., Dzięgiel B., Winiarczyk S.: Wybrane choroby transmisyjne psów i kotów. Elamed 2015.

Sells D.M., Hildebrandt P.K., Lewis G.E. et al.: Ultrastructural observations on Ehrlichia equi organisms in equine granulocytes . „Infect. Immun.” 1976, 13, 273.

Leschnik M., Kirtz G., Virányi Z. et al.: Acute granulocytic anaplasmosis in a captive timber wolf (Canis lupus occidentalis).  „J. Zoo Wildl Med.” 2012, 43, 645-648.

Egenvall A., Bjöersdorff A., Lilliehöök I. et al.: Early manifestations of granulocytic ehrlichiosis in dogs inoculated experimentally with a Swedish Ehrlichia species isolate. „Vet. Rec.” 1998, 143, 412-417.

Adaszek Ł., Dzięgiel B., Bartnicki M., Winiarczyk S.: Anaplazmoza granulocytarna – zagrożenie dla zdrowia człowieka. „Weterynaria w praktyce” 2013, 10, 23-27

Magnarelli L.A., Ijdo J. W., van Andel A.E. et al.: Evaluation of a polyvalent enzyme-linked immunosorbent assay incorporating a recombinant p44 antigen for diagnosis of granulocytic ehrlichiosis in dogs and horses. „Am. J. Vet. Res.” 2001, 62, 29-32.

Dzięgiel B., Adaszek Ł., Carbonero A. et al.: Detection of canine vector-borne diseases in eastern Poland by ELISA and PCR. „Parasitol. Res.” 2016, 115, 1039-1044.

Grzeszczuk A.: Anaplasma phagocytophilum in Ixodes ricinus ticks and human granulocytic anaplasmosis seroprevalence among forestry rangers in Białystok region. „Adv. Med. Sci.” 2006, 51, 283-286.

Hermanowska-Szpakowicz T., Skotarczak B., Kondrusik M. et al.: Detecting DNAs of Anaplasma phagocytophilum and Babesia in the blood of patients suspected of Lyme disease. „Ann. Agric. Environ. Med.” 2004, 11, 351-354.

Autorzy:

dr hab. Łukasz Adaszek, lek. wet. Paweł Łyp, mgr inż. Beata Dzięgiel, dr n. wet. Katarzyna Surma-Kurusiewicz, prof. dr hab. Stanisław Winiarczyk
Katedra Epizootiologii i Klinika Chorób Zakaźnych, Wydział Medycyny Weterynaryjnej Uniwersytetu Przyrodniczego w Lublinie

Zdjęcia:

Z archiwum autorów

Streszczenie:

Anaplasma phagocytophilum jest patogenem przenoszonym przez kleszcze z rodzaju Ixodes spp. i powodującym u psów anaplazmozę granulocytarną. Riketsje atakują i utrzymują się w neutrofilach. Rozpoznanie zakażenia opiera się na wykryciu moruli w granulocytach krwi obwodowej, wynikach badań serologicznych i wykryciu DNA A. phagocytophilum przy zastosowaniu specyficznej łańcuchowej reakcji polimerazy (PCR). Zakażenia A. phagocytophilum należy rozważyć w każdym przypadku, po stwierdzeniu u pacjentów mających w przeszłości kontakt z kleszczami objawów chorobowych, którym towarzyszy trombocytopenia.