Atlas badania moczu psów i kotów. Rutynowe badanie moczu – badanie mikroskopowe

PRZYGOTOWANIE OSADU MOCZU

Podobnie jak we wszystkich komponentach analizy moczu, preferuje się badanie świeżego moczu, choć dopuszcza się użycie odpowiednio utrwalonych, zwykle schłodzonych próbek, szczególnie gdy przewiduje się opóźnienie w ich badaniu. Jeśli próbka moczu została schłodzona, przed rozpoczęciem badania należy poczekać, aż ogrzeje się do temperatury pokojowej, ponieważ niska temperatura nasila proces tworzenia się bezpostaciowych kryształów. Jakość elementów morfotycznych, takich jak komórki oraz wałeczki, szybko pogarsza się w temperaturze pokojowej. Co więcej, elementy morfotyczne opadają na dno pojemnika, więc przed badaniem lub przeniesieniem do innego naczynia próbkę należy dobrze wymieszać.

Objętość próbki

W celu pozyskania osadu należy odwirować około 5 ml moczu. Najlepiej jednak pobierać próbki o większej objętości (> 10 ml), choć ich pozyskanie od niektórych psów i większości kotów może być kłopotliwe. Ponadto odwirowywanie większych objętości moczu może sprawiać trudność z uwagi na dostępne wirówki. Oznaczenie ciężaru właściwego odwirowanego moczu pozwala przełożyć wynik badania osadu na 1 ml moczu, choć obliczenia tego nie wykonuje się rutynowo (tab. 5.2).

Odwirowywanie

Aby uzyskiwać wiarygodne wyniki analiz laboratoryjnych, należy zadbać o stałą szybkość i czas odwirowywania. Aby zagęścić elementy morfotyczne, próbki trzeba odwirowywać przez 5 minut przy względnej sile odśrodkowej (RCF – relative centrifugal force) wynoszącej 400. Większość ustawień prędkości odwirowywania podaje się w obrotach na minutę (RPM – resolution per minute). Właściwe RPM należy obliczyć z poniższego wzoru (według Sinka i Feldmana, 2004):

RPM = (pierwiastek kwadratowy [400/28,38R]) × 100

gdzie R – promień ramienia wirówki w calach.

Do ustawienia odpowiedniej wartości RPM można również wykorzystać krzywe nomograficzne służące do konwersji lub kalkulatory prędkości. Ramiona wirówek mogą działać na zasadzie odchylnej głowicy lub być zamocowane pod stałym kątem, przy czym te z odchylną głowicą sprawdzają się lepiej przy niewielkiej ilości precypitatu (przy ich użyciu wytwarza się wyrównany konglomerat osadu).

Przed odwirowaniem najlepiej zamknąć próbki, aby zapobiec aerozolizacji, która stwarza zagrożenie biologiczne. Nie należy zwalniać pracy wirówki obrotowej poprzez hamowanie, ponieważ powoduje to uszkodzenie osadu moczu.

Przygotowanie osadu

Po zaaspirowaniu supernatantu w probówce powinno pozostać więcej rezydualnej objętości moczu niż 0,5-1 ml oraz osad. Odlanie supernatantu jest gorszym sposobem, ponieważ zbyt agresywne dekantowanie może niekorzystnie wpłynąć na konsystencję osadu. Należy unikać zbyt energicznych metod ponownego rozprowadzenia osadu moczu w celu wytworzenia zawiesiny – w zamian należy delikatne zamieszać pipetą lub ostukać krawędź probówki palcem. Całkowite rozprowadzenie osadu moczu jest konieczne do odpowiedniego rozmieszczenia elementów morfotycznych przed obserwacją pod mikroskopem.

Objętość osadu do badania mikroskopowego 

Najczęściej niewielką kroplę moczu umieszcza się na szkiełku mikroskopowym za pomocą plastikowej pipety. Jednak przy standardowej technice z zastosowaniem szkiełka mikroskopowego zalecana objętość osadu wynosi 20 µl, którą rozprowadza się szkiełkiem nakrywkowym o wymiarach 22 × 22 mm (Strasinger i DiLorenzo, 2008). Należy unikać wykorzystywania zbyt dużej ilości moczu, ponieważ cięższe elementy morfotyczne (wałeczki) mogą wypłynąć poza pole widzenia. Dostępne gotowe szkiełka (KOVA Glasstic^® Slide 10, Hycor Biomedicaol, Garden Grove, CA) zawierające komory o zdefiniowanej objętości, pozwalają na równomierne rozprowadzenie osadu, co minimalizuje błędy techniczne.

Barwienie

Decyzja o barwieniu osadu moczu to kwestia osobistego wyboru i preferencji osoby wykonującej badanie. Barwienie przyżyciowe wzmaga kontrast w badanym preparacie oraz zmienia wskaźnik refrakcji elementów morfotycznych, a tym samym poprawia ich widoczność. Sedi-Stain (BD Clay Adams™ Sedi-Stain Concentrated Stain) to barwnik najczęściej stosowany do barwienia przyżyciowego w medycynie weterynaryjnej. Jest to stabilizowana modyfikacja barwnika Sternheimera-Malbina, rutynowo stosowanego w medycynie człowieka – można go używać do przygotowywania typowych preparatów na mokro (Strasinger i DiLorenzo, 2008). Wysuszone powietrzem preparaty z osadu moczu można barwić szybkim barwnikiem Romanowskiego, np. Diff-Quick (Dade Behring Inc., Newark, NJ).

BADANIE OSADU MOCZU

Niewybarwiony osad bada się w przyciemnionym świetle przy obniżonym kondensorze, co zapewnia kontrast konieczny do zidentyfikowania elementów morfotycznych. Kondensor należy podnieść (tuż pod stolik mikroskopu), a natężenie światła przy wybarwionych preparatach osadu zwiększyć, ponieważ barwnik zapewnia wystarczający kontrast. Początkowe ogniskowanie na jednym dużym elemencie morfotycznym stanowi punkt odniesienia i ustala płaszczyznę widzenia. Kolejne elementy morfotyczne często trudno jest dostrzec, jednak można sobie z tym poradzić poprzez ostrość ogniskowania na drobnych strukturach. Osad moczu ogląda się pod małym powiększeniem (lpf – low power field) w celu oceny jego ogólnego składu oraz uwidocznienia większych struktur. Identyfikacji poszczególnych elementów dokonuje się, oglądając preparat pod dużym powiększeniem (hpf – high power field). Przy użyciu tradycyjnej metody szkiełkowej większe elementy zwykle wypływają na obwód szkiełka nakrywkowego, co sprawia, że należy obejrzeć także tę strefę. Zastosowanie komór o stałej objętości eliminuje to zjawisko.

Raportowanie wyników badania 

Oglądanie minimum 10 pól widzenia zarówno przy małym (10×), jak i dużym (40×) powiększeniu jest konieczne do określenia składu osadu. Najlepiej obejrzeć cały obszar przykryty szkiełkiem nakrywkowym przy powiększeniu 10× w poszukiwaniu miejsc o większym zagęszczeniu, które mogą ujemnie wpływać na wyniki. Terminologia ilościowa jest zmienna i zależy od laboratorium, choć w obrębie jednej placówki powinna być spójna (tab. 5.3 i 5.4).

Autorzy:
Carolyn A. Sink, Nicole M. Weinstein
Artykuł jest fragmentem książki „Atlas badania moczu psów i kotów”, Wydawnictwo Galaktyka, 2014.