ZNAJDŹ WETERYNARZA

środa, 20 20 listopada19
Zobacz:
stomatologianews

Mikroflora bakteryjna izolowana od ubitych brojlerów w Polsce w aspekcie zdrowia człowieka

Produkcja i spożycie mięsa drobiowego w skali globu stale rosną, co pokazuje raport AVEC z 2014 r. [1]. Wzrost popularności drobiu, a co za tym idzie – intensyfikacja produkcji powodują zagrożenia zdrowotne, nie tylko dla hodowców i pracowników ferm drobiowych, ale także dla konsumentów. Jak wykazali Mangen i wsp. [2] w badaniach nad kosztami leczenia zakażeń pokarmowych w Holandii, najwyższe koszty terapii generuje spożycie zanieczyszczonego mikrobiologicznie mięsa i podrobów drobiowych. Badania prowadzone w Stanach Zjednoczonych nad częstością występowania bakteryjnych zakażeń pokarmowych potwierdzają te wyniki [3]. Wymusza to konieczność zwrócenia szczególnej uwagi na problem zakażeń bakteryjnych u drobiu oraz usprawnienia metod kontroli mięsa i produktów drobiarskich.

Według danych zawartych w biuletynie informacyjnym Agencji Rynku Rolnego z 2013 roku [4] szacunkowe spożycie produktów drobiowych na jednego mieszkańca w 2012 r. w Polsce wynosiło 26,6 kg. W ostatnich latach coraz częściej notuje się zakażenia pokarmowe u ludzi, których źródłem są prawdopodobnie podroby drobiowe [5-7]. Dlatego celem podjętych badań było przeprowadzenie analizy bakteriologicznej próbek narządów wewnętrznych brojlerów i określenie zagrożenia mikrobiologicznego, jakie może nieść za sobą spożywanie podrobów.

Metodyka badań

Badania przeprowadzono od października 2013 roku do września 2014 r. Materiał do badań stanowiły próbki narządów wewnętrznych uzyskane od 1 159 brojlerów w wieku 1 dnia do 6 tygodni: głównie serce (97%), a także wątroba i szpik kostny. Z narządów wewnętrznych każdego osobnika przygotowywano próbkę zbiorczą, którą następnie kierowano do badania bakteriologicznego.

Badanie bakteriologiczne

Posiewy wykonywano na agar z krwią (Blood LAB-AGAR, Biocorp Poland) i inkubowano w warunkach tlenowych w temp. 37°C przez 24-48 godzin. Pojedyncze wyhodowane kolonie przenoszono na nowe podłoża agarowe celem uzyskania czystych kultur bakteryjnych. Wstępną identyfikację drobnoustrojów dokonywano w oparciu o morfologię kolonii oraz obecność lub brak hemolizy.

Identyfikacja bakterii techniką MALDI -TOF-MS

Próby bakterii zostały przygotowane według procedury zalecanej przez producenta spektrometru mas (Bruker Daltonics, OP for Sample Preparation Using Formic Acid Extraction Method). 1 μl ekstraktu bakteryjnego zawierającego białka został naniesiony na płytkę MTP 384 groundsteel (Bruker Daltonics). Na tak przygotowaną próbę nakroplono 1 μl roztworu matrycy HCCA (α-Cyano-4-hydroxycinnamic acid) zawieszonej w roztworze standardowym rekomendowanym przez producenta. Do kalibracji spektrometru mas użyto standardu białek bakteryjnych zawierających proteiny E.coli, RNazę A oraz mioglobinę, umieszczone w położeniu centralnym na każde cztery próby bakterii w macierzy 2×2. Widma mas zbierano przy użyciu oprogramowania flexControl 3.3 (build 108) w trybie liniowym dodatnio naładowanych jonów, w zakresie mas 2-20 kDa, w trzech powtórzeniach dla każdej z prób. Tak uzyskane wyniki były analizowane w programie BrukerBiotyper 3.0 (build 25), gdzie przyrównywano je do baz z biblioteki widm. Zgodność widma mas próby z referencyjnymi określana była poprzez wskaźnik logarytmiczny w skali 0-3. Wysoce prawdopodobna identyfikacja co do rodzaju i gatunku bakterii opisana była jako wartość wskaźnika w granicach 2,300-3,000. Prawdopodobna identyfikacja co do rodzaju i gatunku zawierała się w zakresie 2,000-2,299. Natomiast prawdopodobna identyfikacja rodzaju zdefiniowana była dla wartości 1,700-1,999. Wynik poniżej 1,699 określał identyfikację jako niemożliwą do zaklasyfikowania fenotypowego do żadnego rodzaju.

Wyniki i dyskusja

W posiewach z wszystkich próbek uzyskano wzrost bakterii. Technika MALDI TOF pozwoliła na ich identyfikację. Bakteriami najczęściej izolowanymi z narządów wewnętrznych brojlerów były: Enterococcus faecalis (71,7%), Enterococcus faecium (5,3%), Enterococcus hirae (3,3%), Staphylococcus cohnii (3,3%) Enterococcus gallinarum (2,7%), Enterococcus cecorum (1,6%). Wartość wskaźnika logarytmicznego dla zidentyfikowanych bakterii wynosił 1,723-2,652 (fot. 1).W dostępnym piśmiennictwie istnieje niewiele danych na temat badania mikrobiologicznego narządów wewnętrznych wewnętrznych pozyskanych od zdrowych brojlerów. Z jelit tej grupy ptaków powszechnie izoluje się Salmonella enteritidis oraz Campylobacter spp., które mogą być także przyczyną infekcji u ludzi [8-10]. Innymi czynnikami chorobotwórczymi dla brojlerów mogą być Pasteurella multocida, Escherichia coli i Staphylococcus aureus, które w skrajnych przypadkach mogą wywoływać posocznicę [11]. Analiza uzyskanych wyników badań własnych pozwoliła stwierdzić, że narządy wewnętrzne brojlerów są powszechnie zanieczyszczone bakteriami, przede wszystkim z rodzaju Enterococcus. Bakterie z tego rodzaju są obiektem badań z uwagi na fakt, iż mogą być czynnikiem etiologicznym licznych chorób, jak: zapalenie kości i szpiku, zapalenie wsierdzia, bakeriemia itp. [12-14].

W jelitach ludzi Enterococcus faecalis i Enterococcus faecium są składnikiem naturalnej mikroflory, aczkolwiek upatruje się w nich także jedną z głównych przyczyn zakażeń układu pokarmowego manifestujących się biegunkami [15]. Eterococcus fecalis jest u ludzi głównym czynnikiem wywołującym zakażenia szpitalne, w tym zapalenie otrzewnej i endocarditis [16]. Często notuje się zakażenia układu moczowego na tle tego patogenu [17]. Notowano także głębokie ropnie wywołane E. faecalis [18]. Patogen ten u broilerów może być przyczyną syndromu nadciśnienia płucnego, prowadzącego do zmian w morfologii serca i płuc [19].

Enterococcus faecium u ludzi może także powodować poważne infekcje szpitalne, z posocznicą włącznie [20]. Inną bakterią występującą u drobiu, wykazaną w narządach wewnętrznych brojlerów w badaniach własnych, która u ludzi może wywoływać zapalenie wsierdzia, zapalenie opon mózgowych, a nawet posocznicę, jest Enterococcus gallinarum [21-23]. Z kolei Enterococcus hirae, który jest powszechnym patogenem u ptaków, u ludzi stwierdzany jest rzadko. Został on jednak wykazany we krwi pępowinowej oraz wyizolowany jako czynnik sprawczy odmiedniczkowego zapalenia nerek i zapalenia pęcherzyka żółciowego, co wskazuje na jego zoonotyczny charakter [24, 25].

Enterococcus cecorum to bakteria, która do niedawna nie stanowiła zagrożenia dla zdrowia człowieka, jednak w ciągu ostatnich lat pojawiają się doniesienia na temat jej chorobotwórczości. Pierwszy opisany kliniczny przypadek (posocznica) pochodzi z 1977 r. Bakterie izolowano także od pacjentów z zapaleniem otrzewnej, ropniami klatki piersiowej i zapaleniem wsierdzia [26].

Ciężki przebieg zakażeń na tle enterokoków u ludzi, których źródło stanowić mogą produkty drobiarskie, może być tłumaczony zdolnością przekazywania między sobą przez te drobnoustroje genów oporności na antybiotyki [27]. W ostatnim czasie obserwuje się zwiększającą się oporność bakterii Enterococcus na różne antybiotyki, co niewątpliwie ma związek ze stosowaniem w przeszłości antybiotykowych stymulatorów wzrostu, takich jak awoparcyna – glikopeptyd, powodujący powstawanie oporności krzyżowej na wankomycynę [28].

PODSUMOWANIE

Jak wykazały badania własne, produkty drobiarskie mogą nieść ze sobą niebezpieczeństwo przeniesienia na ludzi ciężkich, zagrażających życiu zakażeń bakteryjnych. W związku z tym stały monitoring bakteriologiczny oraz kontrola mięsa i produktów drobiarskich są kluczowe dla ochrony zdrowia konsumenta.

Autorzy:

lek. wet. Paweł Łyp 1, mgr Tomasz Banach 2, lek. wet. Jarosław Wilczyński 3, dr Dagmara Stępień-Pyśniak 4, dr Agnieszka Marek 4, lek. wet. Barbara Furmaga 5,
prof. dr hab. Stanisław Winiarczyk 1, dr hab., prof. UP Łukasz Adaszek 1
1 Katedra Epizootiologii i Klinika Chorób Zakaźnych
2 Bioanalytic Maciej Stopa
3 Weterynaryjne Laboratorium Diagnostyczne Lab-Vet Sp. z o.o.
4 Zakład Prewencji Weterynaryjnej i Chorób Ptaków
5 Zakład Toksykologii i Ochrony Środowiska

Streszczenie:

Celem podjętych badań było przeprowadzenie analizy bakteriologicznej próbek narządów wewnętrznych pobranych od ubitych brojlerów i określenie zagrożenia mikrobiologicznego,jakie może nieść za sobą dla ludzi spożywanie podrobów. Ogółem przebadano narządy wewnętrzne pobrane od 1 159 broilerów.

Słowa kluczowe:

brojlery, analiza mikrobiologiczna, MALDI TOF

 

Piśmiennictwo :

1. Association of Poultry Processors and Poultry Trade in the EU: Annual Report. 2014. www.avec-poultry.eu/annual-reports-overview/annual-report-2014. Accessed 6 Oct 2014.

2. Mangen M.J., Bouwknegt M., Friesema I.H.et al.: Cost-of-illness and disease burden of food-related pathogens in the Netherlands, 2011. Int. J. Food Microbiol.” 2015, 196, 84-93.

3. Gould L.H., Walsh K.A., Vieira A.R. et al. and Centers for Disease Control and Prevention. Surveillance for foodborne disease outbreaks – United States, 1998-2008. „MMWR Surveill. Summ.” 2013, 62, 1-34.

4. Mieczkowski M.: Krajowa konsumpcja mięsa drobiowego w latach 2004-2012. „Biuletyn Informacyjny ARR” 2013, 2, 14-19.

5. Reuben A., Treminio H., Arias M.L., Chaves C: Presence of Escherichia coli O157:H7, Listeria monocytogenes and Salmonella spp. in food from animal origin in Costa Rica. „Arch. Latinoam. Nutr.”,2003, 53, 389-392.

6. Newell D.G., Koopmans M., Verhoef L., Duizer E. et al.: Food-borne diseases – the challenges of 20 years ago still persist while new ones continue to emerge. „Int. J. Food Microbiol.” 2010, 139 Suppl 1, 3-15.

7. Maćkiw E., Rzewuska K., Stoś K. et al.: Occurrence of Campylobacter spp. in poultry and poultry products for sale on the Polish retail market. „J. Food Prot.” 2011, 74, 986-989.

8. Wedderkopp A., Rattenborg E., Madsen M: National surveillance of Campylobacter in broilers at slaughter in Denmark in 1998. „Avian Dis.” 2000, 44, 993-999.

9. Tellez G., Petrone V.M., Escorcia M. et al.: Evaluation of avian-specific probiotic and Salmonella Enteritidis-, Salmonella Typhimurium-,and Salmonella Heidelberg-specific antibodies on cecal colonization and organ invasion of Salmonella Enteritidis in broilers. „J. Food Prot.” 2001, 64, 287-291.

10. Santos F.B., Sheldon B.W., Santos A.A. Jr., Ferket P.R.: Influence of housing system, grain type, and particle size on Salmonella colonization and shedding of broilers fedtriticale or corn-soybean meal diets. „Poult.Sci.” 2008, 87, 405-420.

11. Fisher M.E., Trampel D.W., Griffith R.W.: Postmortem detection of acute septicemia in broilers. „Avian Dis.” 1998, 42, 452-461.

12. Chadfield M.S., Christensen J.P., Juhl-Hansen J. et al.: Characterization of Enterococcus hirae outbreaks in broiler flocks demonstrating increased mortality because of septicemia and endocarditis and/or altered production parameters. „Avian Dis.” 2005, 49, 16-23.

13. Kolbjørnsen Ø., David B., Gilhuus M.: Bacterial osteomyelitis in a 3-week-old broiler
chicken associated with enterococcus hirae. „Vet. Pathol.”, 2011, 48, 1134-1137.

14. Dolka B., Szeleszczuk P.: Diagnostyka bakteriologiczna gatunków Enterococcus spp. istotnych w patologii drobiu. „Życie Wet.” 2013, 88, 763-768.

15. Sadowy E., Łuczkiewicz A.: Drug-resistant and hospital-associated Enterococcus faecium
from wastewater, riverine estuary and anthropogenically impacted marine catchment basin. „BCM Microbiol.” 2014, 14, 66.

16. Olsen R.H., Schønheyder H.C., Christensen H., Bisgaard M.: Enterococcus faecalis of Human
and Poultry Origin Share Virulence Genes Supporting the Zoonotic Potential of E. faecalis. „Zoonoses. Public Health.” 2011, 59, 256-263.

17. Poulsen L.L., Bisgaard M., Son N.T. et al.: Enterococcus faecalis Clones in Poultry and in Humans with Urinary Tract Infections, Vietnam. „Emerg. Infect. Dis.” 2012 18, 1096-1100.

18. Watanabe R., Fujii H., Ishii T., Harigae H.: Calcified iliopsoas abscess caused by Enterococcus faecalis. „Intern. Med.” 2014, 53, 345.

19. Tankson J.D., Thaxton J.P., Vizzier-Thaxton Y.: Morphological changes in heart and lungs of broilers experiencing pulmonary hypertension syndrome caused by Enterococcus faecalis. „Poult. Sci.” 2002, 81, 365-370.

20. Meijer J.M.R., De Lange D.W.: Unusualcardiac tamponade. „Intensive Care Med.” 2013, 39, 574.

21. Barber G.R., Lauretta J., Saez R.: A febrile neutropenic patient with Enterococcus gallinarum sepsis treated with daptomycin and gentamicin. „Pharmacotherapy.” 2007, 27, 927-932.

22. Antonello V.S., Zenkner F. de M., França J., Santos B.R.: Enterococcus gallinarum meningitis
in an immunocompetent host: a case report. „Rev. Inst. Med. Trop. Sao Paulo.” 2010, 52, 111-112.

23. Swampillai J., Liang M., Fisher R., Devlin G.: Enterococcus gallinarum causing native valve endocarditis and aorto-atrial fistula: A case report and literature review. „Echocardiography.”, 2012, 29, 873-875.

24. Chan T.S., Wu M.S., Suk F.M. et al.: Enterococcus hirae-related acute pyelonephritis and cholangitis with bacteremia: An unusual infection in humans. „Kaohsiung J. Med. Sci.” 2012, 28, 111-114.

25. Savini V., Bonfini T., Marrollo R. et al.: Enterococcus hirae: A zoonotic microorganism
in human umbilical cord blood. „World J. Microbiol. Biotechnol.” 2013, 30, 1423-1426.

26. Ahmed F.Z., Baig M.W., Gascoyne-Binzi D., Sandoe J.A.T.: Enterococcus cecorum aortic
valve endocarditis. „Diagn. Microbiol. Infect. Dis.” 2011, 70, 525-527.

27. Jahan M., Zhanel G.G., Sparling R., Holley R.A.: Horizontal transfer of antibiotic resistance from Enterococcus faecium of fermented meat origin to clinical isolates of E. faecium and Enterococcus faecalis. „Int. J.Food. Microbiol.” 2015, 199, 78-85.

28. Garcia-Migura L., Pleydell E., Barnes S. et al.: Characterization of vancomycin-resistant Enterococcus faecium isolates from broiler poultry and pig farms in England and Wales. „J. Clin. Microbiol.” 2005, 43, 3283-3289.

29. Stefano M., Del Rosso A., Saldutto P. et al.: Intrascrotal Abscess, Propionibacterium
acnes and Staphylococcus cohnii ssp. cohnii: A Case Report and Review of the Literature. „Case Rep. Urol.” 2012, doi:10.1155/2012/313694.

30. Shahandeh Z., Shafi H., Sadighian F.: Association of Staphylococcus cohnii subspecies
urealyticum infection with recurrence of renal staghorn stone. „Caspian J. Intern. Med.” 2015, 6, 40-42.

31. Szewczyk E.M., Piotrowski A., Rózalska M.:Predominant staphylococci in the intensive care unit of a paediatric hospital. „J. Hosp.Infect.” 2000, 45, 145-154.

32. Chen H.J., Hung W.C., Lin Y.T. et al.: A novel fusidic acid resistance determinant, fusF,
in Staphylococcus cohnii. „J. Antimicrob.Chemother.” 2015, 70, 416-419.

 

Przejdź do następnej strony

Nasi klienci