Filariozy – zagrożenia zdrowia na świecie i w Polsce

Inwazje wywoływane przez nicienie z tej grupy występują na całym świecie, a zwłaszcza w rejonach tropikalnych i subtropikalnych. W Europie inwazje filarioz rozpoznawano „od zawsze” na południu naszego kontynentu, w basenie Morza Śródziemnego. Można przyjąć, że od około dwudziestu lat obserwuje się stopniowe poszerzanie się zasięgu niektórych inwazji ku północy, dotyczy to zwłaszcza dirofilariozy skórnej i sercowej, wywoływanych odpowiednio przez Dirofififi laria repens i D. immitis. Warto też pamiętać, że w Europie występują inwazje innych filarioz wywoływanych np. przez nicienie z rodzaju Acanthocheilonema (s. Dipetalonema) reconditum, Onchocerca spp. i inne.

Robaki z tej grupy przenoszone są przez krwiopijne stawonogi: owady – komary, meszki, pchły, wszy; a wśród pajęczaków głównie przez kleszcze. Oczywiście poszczególne gatunki pasożytów mają swoich właściwych przenosicieli, gdyż w organizmach wektorów odbywają część  cyklu życiowego. Stąd też przyjmuje się, że istotnym czynnikiem sprzyjającym rozprzestrzenianiu się inwazji w naszej części kontynentu są zmiany w środowisku, dzięki którym kompetentni żywiciele (pośredni – wektory inwazji) mogą przechodzić swój rozwój osobniczy.

Drugim elementem wpływającym na rozprzestrzenianie się inwazji jest wzmożony ruch turystyczno-towarowy pomiędzy różnymi rejonami świata. Podczas wyjazdów turystycznych ze zwierzętami do rejonów endemicznego występowania inwazji, przy braku odpowiedniej ochrony przeciwko pasożytom zewnętrznym, zdecydowanie wzrasta ryzyko kontaktu z zarażonym wektorem. W ten sposób w zarażonym żywicielu pasożyt może się rozwijać niezauważony przez bardzo długi czas. Po osiągnięciu dojrzałości przez robaki inwazja może być dalej przekazywana za pośrednictwem miejscowej populacji (właściwych gatunkowo) krwiopijnych stawonogów.

Podobnie, pasożyt znajdujący się w żywicielu pośrednim – stawonogu, może odbyć podróż, znajdując się np. w bagażu, ładowni statku lub samolotu. Po wydostaniu się na zewnątrz wygłodzony wektor intensywnie poszukuje źródła pokarmu. I jeżeli nie zginie w nowym środowisku na skutek niesprzyjających warunków klimatycznych, gdy znajdzie źródło żerowania – zwierzę wrażliwe (np. psa), może je zarazić inwazyjnymi larwami i inwazja zostanie skutecznie przeniesiona na nowego żywiciela. Pomimo tego że filarie, podobnie jak inne pasożytnicze robaki, mają swoich właściwych żywicieli ostatecznych , to jednak inwazje te przypadkowo mogą ujawnić się u innych, mniej typowych żywicieli. Pasożyt zostaje wówczas (podczas żerowania stawonoga) w sposób bierny wprowadzony do organizmu kręgowca – żywiciela, od którego akurat pobiera krew. O ile w tym „przypadkowym” żywicielu warunki spełniają potrzeby filarii, mogą one kontynuować rozwój. Dlatego inwazje wywoływane przez te nicienie mogą z taką „łatwością”przenosić się na ludzi. Stąd też zaleca się, aby ludzie stosowali środki chroniące przed
ukąszeniami pasożytów zewnętrznych.

Najważniejsze  filariozy u ludzi i zwierząt spotykane na świecie

Wśród najważniejszych spotykanych na świecie filarioz stwierdzanych u ludzi i zwierząt należy wymienić inwazje wywołane przez:

Wuchereria bancrofti (Filaria bancrofta; Filaria sanguinis) – występująca najczęściej w strefie międzyzwrotnikowej. Formy dorosłe pasożyta umiejscawiają się w węzłach i naczyniach chłonnych. Z biegiem czasu w węzłach i naczyniach chłonnych, np. w wątrobie, śledzionie, powstają patologiczne i nieodwracalne zmiany zrostowe i wapniejące. Objęte procesem naczynia chłonne najczęściej pękają. Częstokroć w przebiegu tej parazytozy odnotowywane są wodniaki jąder, słoniowacizna kończyn, narządów płciowych itp. Towarzyszyć im mogą mało symptomatyczne objawy w postaci okresowych stanów podgorączkowych, a nawet gorączki, apatii, brak apetytu etc.

Burgia malayi (Filaria malayi) – występuje w południowo-wschodniej Azji, przede wszystkim w Indonezji. Głównym rezerwuarem pasożytów są psy, koty, ale także małpy. Inwazji towarzyszą zwykle mało specyficzne objawy w postaci posmutnienia, apatii, stanów podgorączkowych, objawów grypopodobnych. Obserwuje się ponadto: powiększenie obwodowych i trzewnych węzłów chłonnych, słoniowaciznę kończyn, zapalenie układu oddechowego, a nawet zapalenie płuc. Zdarza się, że parazytoza może mieć bardzo ostry przebieg.

Burgia pahangi (Filaria phangi) – filarioza notowana w Afryce środkowej i Azji południowo-wschodniej. Patologiczny proces chorobowy obejmuje oskrzela, wokół których gromadzą się nacieki komórek kwasochłonnych. Te wraz z upływem czasu ulegają martwicy, doprowadzając do nieodwracalnych zmian w obrębie drzewa oskrzelowego i zaburzeń w krążeniu płucnym.

Loa-loa – nicień z rodzaju Thelazia, występujący w środkowo-zachodniej Afryce. Formy dorosłe pasożyta drążą korytarze w tkance podskórnej, niekiedy w spojówce oka. W tym przypadku wektorem są muchy, które bytują w okolicy oka. Larwy wprowadzane są do worka spojówkowego podczas zlizywania łez przez żerujące muchy. Dorosłe robaki bytują w worku spojówkowym. Pojawiają się wypryski oraz rumieniowate zmiany skórne, zaś w skrajnych przypadkach ślepota. Można obserwować również tzw. „obrzęk kalabarski”– obrzęki pojawiające się wokół obumarłych pasożytów, głównie w okolicach dużych stawów. W skrajnych przypadkach loaozy następują obrzęk głośni i zapalenie mózgu. Inwazje nicieni T. callipaeda o mniej nasilonych objawach przypominających alergiczne zapalenie spojówek stwierdzano u psów. W leczeniu inwazji u psów stosowano moksydektyn 2,5%/imidakloprid 10% w formule spot-on, bez konieczności ingerencji w okolicy oczu [1].

Onchocerca volv ulus – filaria obserwowana w Afryce, Ameryce Środkowej, Ameryce Południowej. Dojrzałe formy pasożyta spotyka się w tkance podskórnej głowy, tułowia i kończyn, tworzą guzy wielkości kilku centymetrów. Do zarażenia onchocerkozą dochodzi wskutek ukąszenia meszek – krwiopijnych muchówek. Wśród objawów klinicznych dominują rozległe zmiany skórne w postaci wyprysków, towarzyszą im obrzęk, hiperkeratynizacja. Jeśli inwazją zostanie objęta gałka oczna, dochodzi początkowo do zapalenia spojówek, zapalenia naczyniówki i siatkówki oraz w finale do głębokiego uszkodzenia rogówki. Zdarza się, że na skutek tej inwazji i powikłań z nią związanych następuje utrata wzroku. Właśnie z tego powodu określa się ją jako ślepotę rzeczną.

W Europie nicienie z rodzaju Onchocerca stwierdzane są u zwierząt gospodarskich: koni, bydła, owiec itd. Zarażenia wykrywane są podczas badań poubojowych w rzeźni, obserwuje się wówczas zmiany w tkance podskórnej, na podwięziach czy więzadłach [2]. Onchocerkoza może również występować u psów w formie różnej wielkości guzów podskórnych, w których bytują dorosłe onchocerki [3].

Acanthocheilonema (Dipetalonema reconditum oraz Dipetalonema dracunculoides). Pierwsza z nich najczęściej umiejscawia się w tkance podskórnej, powięziach i mięśniach, druga natomiast w jamie otrzewnowej [3, 4]. W przypadku obu wspomnianych filarioz wektorem są muchy i kleszcze. Kolejna filarioza to Cercopithifilaria spp. przenoszona przez kleszcze, umiejscawiająca się w tkance podskórnej, powięziach oraz mięśniach [4].

Kolejną grupę stanowią dirofilariozy, czyli zarażenia wywoływane przez nicienie z rodzaju Dirofilaria. Głównym żywicielem tych pasożytów są psy, rzadziej koty. Choroba występuje w dwóch postaciach: dirofilariozy sercowo-płucnej i skórnej. Pierwszą z nich wywołuje Dirofilaria immitis, która występuje w obydwu Amerykach, na zachodnim wybrzeżu i na południu Afryki, w Australii i Oceanii oraz w wielu miejscach w Azji. W Europie, gdzie dotychczas była spotykana głównie na południu, w ciągu ostatnich 20 lat jej północny zasięg przesunął się aż do linii Karpat (Czechy, Słowacja). W Polsce stwierdzono dwa przypadki inwazji nicienia sercowego, przy czym jeden uznano za miejscowy. Drugi, wcześniejszy, był zapewne skutkiem zawleczenia inwazji za pośrednictwem komarów, które przybyły na polskie wybrzeże w ładowni statku [5].

Dorosłe pasożyty D. immitis bytują w prawej komorze serca i tętnicy płucnej. Tamże samice rodzą mikrofilarie, które uwalniane są do krwiobiegu. Wektorem choroby są samice komarów, one to wraz z krwią zassaną od chorego zwierzęcia pobierają mikrofilarie. W ciągu 24-36 godzin w kanalikach Malpighiego komara następuje linienie pasożyta i przeobrażenie się z pierwszego stadium (L1) rozwojowego w drugie (L2). Po około 10-20 dniach następuje kolejne linienie i przeobrażenie się larw w stadium trzecie (L3). Te wędrują do aparatu gębowego komara. W czasie kolejnego żerowania na zwierzęciu komar przekazuje mu zakażenie. Dostawszy się do tkanki podskórnej zwierzęcia, larwy przeobrażają się w czwarte stadium (L4), następuje to po około 9-12 dniach od ukąszenia komara. Rozpoczyna się wędrówka pasożyta naczyniami krwionośnymi w kierunku prawej komory serca, która trwać może 60-70 dni. Po osiągnięciu miejsca docelowego następuje rozwój dojrzałych form pasożyta zdolnych po 175-225 dniach wydać kolejne pokolenie mikrofilarii [4].

Od blisko 10 lat w Polsce coraz większego znaczenia nabierają inwazje Dirofilaria repens, odpowiedzialnej za tzw. postać skórną dirofilariozy. Choroba ta charakteryzuje się powstawaniem guzków podskórnych [6] i śródskórnych tkanki mięśniowej, gałki ocznej, w mosznie i jądrach [7] etc. Podstawowym problem w diagnostyce inwazji jest fakt, że zarażeniu D. repens w zasadzie nie towarzyszą żadne specyficzne objawy kliniczne. Choroba ma często przebieg bezobjawowy lub zmiany kliniczne są trudne do uchwycenia w wywiadzie czy bezpośrednim badaniu klinicznym. O ile pasożyt występuje bezpośrednio pod skórą – notuje się wówczas miejscowy obrzęk i wynaczynienia podskórne. Guzki nie są zbyt wielkie i w większości przypadków mają od 1 do 2 centymetrów średnicy.

Wykazano, że wektorami dirofilariozy skórnej w Polsce są komary Culex pipens i Aedes vexans [8]. Zwierzęta, rzadziej ludzie, zarażają się larwami pasożyta na skutek ukłucia owada, będącego nosicielem mikrofilarii. Ogólnie przyjmuje się, że guzki zapalne z zawartością dojrzałej samicy zlokalizowane są w miejscu ukąszenia przez owada. Jednakże okazuje się, że pasożyt może migrować w tkankach i to nawet 15 cm dziennie. Toteż bywa obserwowany w różnych miejscach: w jamach ciała, worku osierdziowym, w powrózku nasiennym, worku mosznowym, stawie kolanowym, w obrębie guzów nowotworowych itd.

W przypadku D. repens okres prepatentny wynosić może od 27 do 34 tygodni. Okres patentny trwać może natomiast wiele lat. Mimo długotrwałej inwazji objawy kliniczne u zwierzęcia mogą pozostawać nieuchwytne. W zasadzie brak patognomonicznych objawów zarażenia. W rozpoznaniu inwazji szczególne znaczenie odgrywa pogłębiony wywiad lekarsko-weterynaryjny. W przypadku zwierząt podejrzanych o zarażenie dirofilariozą skórną ustalamy zazwyczaj, że pies stosunkowo często przebywa na dworze (np. psy stróżujące), a więc jest szczególnie eksponowany na ataki komarów. Zwykle okazuje się również, że zwierzę nie było w ogóle lub dostatecznie zabezpieczone przeciwko ukąszeniom potencjalnych wektorów inwazji. Poza tym z reguły są to zwierzęta starsze, zatem i okres ekspozycji na zarażenie był dłuższy. Dość często zdarza się, że inwazja zostaje wykryta przypadkowo, np. podczas rutynowego badania krwi w rozmazie stwierdzane są mikrofilarie. Niestety spotyka się także jednoczesne inwazje dirofilarii skórnych i pierwotniaków krwi z rodzaju Babesia. Poza tym, niejednokrotnie podczas zabiegów chirurgicznych mających na celu wycięcie guzka skórnego, zupełnie przypadkiem w jego masie spotyka się dojrzałą postać pasożyta. Sytuacje tego typu mają miejsce również podczas zabiegu kastracji czy mastektomii. Zarażenia dirofilariami skórnymi uznaje się za istotny czynnik problemów dermatologicznych u zwierząt towarzyszących [9].

Diagnostyka difilarioz

Rutynowa diagnostyka dirofilariozy polega na badaniu preparatów krwi, zarówno niebarwionych, jak i barwionych. Badanie preparatów niebarwionych, czyli bezpośrednich, to badanie kropli krwi, które pozwala na wykrycie poruszających się mikrofilarii. W zasadzie można je wykonać w każdym zakładzie leczniczym dla zwierząt posiadającym mikroskop.

Bezpośrednie badanie kropli krwi polega na umieszczeniu na szkiełku podstawowym krwi pobranej uprzednio do probówki z EDTA (antykoagulantem). Po przykryciu szkiełkiem nakrywkowym oglądamy preparat pod mikroskopem w powiększeniu 10x. Możliwe jest także wykonanie tzw. kropli krwi hemolizowanej. Wówczas na szkiełku podstawowym kładzie się świeżo pobraną kroplę krwi. Następnie dodaje się do niej kroplę wody destylowanej i doprowadza to do hemolizy erytrocytów, wówczas łatwiej zauważyć poruszające się mikrfilarie. Oprócz tego można posiłkować się także badaniem pośrednim świeżo pobranej krwi oraz badaniem rozmazów krwi z barwieniem. Najczęściej wykorzystuje się barwienie rozmazów metodą Giemsy, nieco rzadziej metodą Pappenheima czy też barwienie z odczynnikiem Diff -Quick. Wśród różnych możliwości diagnostycznych zastosowanie znajdują metody komercyjne, np. filter test i zmodyfikowany test Knota. Jednakże najbardziej wiarygodne wyniki uzyskuje się w przypadku wykonania badań serologicznych, takich jak: test ELISA (dostępne testy do rozpoznawania D. immitis), i PCR [7, 10]. W Polsce techniki diagnostyki molekularnej stosuje się również w rozpoznawaniu inwazji D. repens u ludzi [11].

Możliwości leczenia inwazji u zwierząt towarzyszących

Należy przyjąć, że w leczeniu dirofilariozy skórnej z uwagi na różnorodne umiejscowienie pasożytów powinny mieć zastosowanie leki nicieniobójcze o możliwie jak najgłębszej dystrybucji do różnych tkanek żywiciela oraz jak najdłuższym czasie działania przeciwpasożytniczego. Dlatego w leczeniu dirofilariozy (w Polsce) zaleca się stosowanie preparatów zawierających np.: eprinomektynę, milbemycynę, moksydektynę, selamektynę. W innych rejonach świata stosuje się również iwermektynę lub doramektynę.

Na podstawie wyników badań porównawczych dotyczących skuteczności makrocyklicznych laktonów, które prowadzono w USA na różnych szczepach D. immitis, wykazano, że w zwalczaniu inwazji wyższą skutecznością cechują się preparaty spot-on, mające w swoim składzie imidakloprid i moksydektynę. W przypadku stwierdzenia dorosłych form pasożyta mikropipetka powinna być aplikowana sześciokrotnie w miesięcznych odstępach. Natomiast w przypadku stwierdzenia jedynie obecności mikrofilarii – czterokrotnie co miesiąc.

Zapobieganie dirofilariozom u zwierząt towarzyszących

Zapobieganie inwazji powinno opierać się na stałym stosowaniu preparatów oraz działaniu bakteriobójczym i odstraszającym komary, muchówki. W celu ochrony zwierząt przed zarażeniem w rejonach endemicznego występowania dirofilariozy należy rozważyć użycie właściwych preparatów tuż przed pojawieniem się komarów i meszek. Najlepiej stosować preparaty jednocześnie zabezpieczające przed inwazją kleszczy i innych ektopasożytów. Bardzo dobrze sprawdzają się produkty oparte na synergistycznym działaniu imidaklopridu i permetryny pod warunkiem ich systematycznego, comiesięcznego aplikowania. W rejonach endemicznego występowania dirofilariozy skórnej (np. na Mazowszu) wskazane jest monitorowanie stanu zagrożenia poprzez okresowe badania krwi eksponowanych na zarażenie zwierząt. Niestety w Polsce dirofilariozy stają się poważnym problemem, narastającym wręcz lawinowo.

Autor:
lek. wet. Artur Dobrzynski1,
dr n. wet. Maciej Klockiewicz2,
dr inz. Ewa Długosz3

1 Katedra Chorób Małych Zwierząt z Klinika, Wydział Medycyny Weterynaryjnej SGGW
2 Zakład Parazytologii i Chorób Inwazyjnych, Wydział Medycyny Weterynaryjnej SGGW

Streszczenie:

Filariozy są parazytozami wywoływanymi przez liczne gatunki nicieni. Cechują się charakterystycznym nitkowatym kształtem ciała. Dojrzałe samice pasożytów rodzą żywe larwy, nazywane mikrofilariami. Inwazje filarii mają charakter transmisyjny, tzn. są chorobami wektorowymi. Przenosicielem pasożytów są różne gatunki krwiopijnych owadów, właściwe dla poszczególnych gatunków pasożytów. W Polsce inwazje Dirofilaria repens od kilku lat są narastającym problemem u zwierząt towarzyszących, stanowią też coraz większe zagrożenie dla ludzi.

PIŚMIENNICTWO:
1. Biancardi P., Otranto D.: Treatment of dog thelaziosis caused by Thelazia callipaeda (Spirurida, Thelazidae) using a topical formulation of imidacloprid 10% and moxidectin 2.5%. “Vet. Parasitol.”, 2005, 129 (1-2), 89-93.
2. Sollismaa M., Laaksonen S., Nylund M. et al.: Filarioid nematodes in cattle, sheep and horses in Finland. “Acta Vet. Scand.”
2008.,16; 50:20.
3. Kassai T.: Veterinary Helminthology. Butterworth-Heinemann, 1999.
4. Taylor M.A., Coop R.L., Wall R.L.: Veterinary Parasitology. Blackwell Publishing, 2007.
5. Świątalska A., Demiaszkiewicz A.W.: Pierwszy w Polsce rodzimy przypadek inwazji nicieni Dirofififi laria immitis u psa. „Życie Weterynaryjne”, 2012, 87 (8), 685-6.
6. Sapierzyński R., Wojtczak M.: Dirofi larioza podskórna u psów. „Życie Weterynaryjne”, 2014, 89(6), 478-83.
7. Demiaszkiewicz A.W., Karamon J., Jasik A.: Przypadek wykrycia nicienia Dirofififi laria repens w jądrze psa. „Med. Wet.”, 2013, 69 (2), 124-7.
8. Masny A., Rabczenko D., Rozej-Bielecka W., Gołab E.: Występowanie nicieni Filarioidea u komarów z terenu Mazowsza. VI Konferencja „Niebezpieczne zoonozy – toksokarozy, toksoplazmoza, echinokokoza”, Warszawa, 24.10.2012. Materiały konferencyjne, s. 37.
9. Karas-Tecza J., Łukaszewska J., Dawidowicz J., Słobodzian I.: Zarazenia Dirofi laria repens u psów okiem dermatologa i hematologa. „Magazyn Weterynaryjny”, 2016, vol. 25 (223), 29-40.
10. Gundłach J.L., Sadzikowski A.B.: Diagnostyka i zwalczanie inwazji pasożytów u zwierząt. WAR, Lublin 1995.
11. Masny A., Zarnowska-Prymek H., Cielecka D. et al.: Rozpoznawanie izolowanych od ludzi nicieni z rodzaju Dirofi laria przy zastosowaniu technik biologii molekularnej. „Med. Dosw. Mikrobiol.”, 2010, 62, 181-8.
12. Arther R.G., Bowman D.D., Stone R.L., Travis L.E.: Imidacloprid plus moxidectin top [ical solution for the prevention of hearthworm disease (Dirofififi laria immitis) in dogs. “Parasitology Res.”, 2005, (97(sup. 1), 76-80.
13. Labarthe N.V., Willi L.M.V., Pereira Paiva J. et al.: Chemoprophylaxis of Dirofi laria immitis (Leidy 1856) infection at a high challenge environment. “Parasites and Vectors”, 2015, 8, 523-6.