Grzybice powierzchowne (dermatofitozy) u zwierząt towarzyszących – rozpoznawanie i leczenie

Nazwą dermatofitozy określa się zakażenia skóry i jej wytworów (włosów, pazurów) przez grzyby określane jako dermatofity. Zwierzęta atakowane są przez około 30 gatunków dermatofitów. Za najważniejsze dla zwierząt towarzyszących uważa się grzyby należące do rodzaju Microsporum (szczególnie M. canis, rzadziej M. gypseum) rzadziej przyczyną choroby są grzyby z rodzaju  Trichophyton (jak T. mentagrophytes).     

Dermatofitozy

Dermatofitozy należą do chorób szeroko rozpowszechnionych na świecie, a najczęściej notowane są w krajach o gorącym i wilgotnym klimacie.

Grzybice powierzchowne chociaż należą do chorób powszechnie znanych, nie są jednak najpowszechniejszymi chorobami skóry  i stanowią według literatury światowej jedynie 0,71 do 3,6 % wszystkich przypadków dermatologicznych. Informacje dotyczące tych zakażeń  w Polsce oceniają częstotliwość występowania choroby na 4% u psów i ponad 11% w przypadku kotów (spośród wszystkich przypadków dermatologicznych).

Jak dochodzi do zakażenia grzybicami u zwierząt

Do zakażenia dermatofitami dochodzi poprzez kontakt bezpośredni z osobnikami chorymi (poprzez artrospory). Kontakt z zanieczyszczonym zarodnikami środowiskiem wydaje się mieć mniejsze znaczenie.

Istotnym elementem w patogenezie choroby jest status immunologiczny gospodarza. Czynnikami predysponującym do rozwoju choroby jest immunosupresja (szczególnie w przypadkach postaci guzowatych jak kerion i pseudomycetoma). Istotne znaczenie w rozwoju zakażenia  ma  obecność mikrourazów ułatwiających wnikanie zarodników.

Dermatofitozy, a rasy psów i kotów

Pewne rasy wydają się być predysponowane do choroby, u kotów są to koty perskie natomiast w przypadku psów Yorkshire teriery.  Dermatofitozy częściej występują również u psów ras pracujących i polujących jak labradory, foxterriery, jack russel teriery, beagle, owczarki niemieckie,  niemieckie teriery myśliwskie, psy rasy Groenendael, wyżły niemieckie krótkowłose. Predyspozycja ta prawdopodobnie związana jest z częstsza obecnością mikrourazów, jak również z możliwością kontaktów z założonymi zwierzętami dzikimi.

Dermatofitozy należą do chorób o jednych z najbardziej zróżnicowanych obrazów klinicznych. Najczęściej występującymi objawami, które można by określić mianem klasycznych są  okrągłe lub owale wyłysienia i przerzedzenia włosa. W miejscach występowania wyłysień skóra jest czerwona, występuje tam nadmierne rogowacenie (łuski), niekiedy grudki i strupy. Do okolic ciała, gdzie zmiany notowane są najczęściej należą: okołooczodołowa, małżowiny uszne, twarz, rzadziej są to kończyny czy brzuch.

Dermatofity mogą atakować również pazury prowadząc do różnego typu zaburzeń ich wzrostu i deformacji (onychogryfozy).

Wyjątkowo spotykana jest postać krostkowa przypominająca w swoim obrazie klinicznym pęcherzyce liściastą

Całkowicie odmiany w obrazie klinicznym mają postacie guzowate dermatofitoz – kerion i pseudomycetoma. W przypadkach tych form powstają zmiany rozrostowe w postaci guzów i guzków.

W przypadku postaci kerion  guzy i guzki  zwykle nie są pokryty włosem, często widoczny jest tam wyraźny rumień. Wielkość guzka może wahać się od 1 do nawet 5 cm, obecne są przetoki, z których po  uciśnięciu  wydobywa się serowaty wysięk. Guzy te mogą  ulegać rozpadowi, co z kolei prowadzi do powstania nadżerek i owrzodzeń. Zwykle powstają pojedyncze  wykwity. Miejscem typowym dla rozwoju zmian jest głowa oraz kończyny.

Pseudomycetoma to również postać w której występują guzki i guzy,  zwykle o wielkości od 0,5 cm do nawet 8 cm. Wykwity obecne są najczęściej  na grzbiecie  oraz w okolicy podstawy ogona, niekiedy również na kończynach. Guzki te, mogą ulegać owrzodzeniem, mogą też powstawać przetoki z których wypływa  serowato-ropny lub krwisty wysięk, notowano również przypadki zajęcia  mięśni, a nawet ściany jamy otrzewnowej.

Dermatofitozy u kotów

U kotów dermatofitozy mogą powodować pokrzywkę barwnikową. Do tej postaci predysponowane są koty ras Sfinks i  Devon Rex. Typowe objawy to liczne plamki rumieniowe i barwnikowe na całym ciele zwierzęcia przede wszystkim na brzuchu, klatce piersiowej, bokach ciała.

Jak wiele czynników, u kotów dermatofitozy mogą być powodem rozwoju zespołu eozynofilowego (ziarniniaka liniowego, wrzodu eozynofilowego lub płyki eozynofilowej).

Dermatofitozy – rozpoznanie 

Rozpoznanie choroby wymaga wykonania badań dodatkowych, ponieważ objawy mogą jedynie sugerować chorobę, ale nie są bezwzględnie typowe. Jak nadmieniono powyżej, grzybice powierzchowne mogą przybierać ponadto bardzo różnicowany obraz kliniczny.

Jako badanie przesiewowe można wykorzystać obecność fluorescencji w świetle lampy Wooda. Fluorescencję w świetle ultrafioletowym wykazują dermatofity z rodzaju Microsporum oraz  T. schoenleini. Metoda nie jest w stanie wykluczyć wszystkich przypadków infekcji, ponieważ fluorescencja  nie jest widoczna we wczesnych fazach zakażenia. Pojawia się nie wcześniej niż około 5 do 7 dnia od zakażenia. Nawet w  przypadku M. canis fluorescencji nie stwierdza się we wszystkich przypadkach – występuje ona u około 30 do nieco ponad 50% izolowanych grzybów. Barwa fluorescencji zakażonych włosów określana jest jako „zielonego jabłuszka”, możliwa jest jednak fluorescencja o barwie żółto zielonej, matowo zielonej lub niebiesko zielonej. W przypadkach postaci guzowatych nie stwierdza się fluorescencji, stąd badanie lampą Wooda w takich przypadkach jest  nieprzydatne.

Badanie wideodermatoskopowe

Badanie wideodermatoskopowe powszechnie stosowane w diagnostyce choroby  u ludzi, u zwierząt stosowane jest jak dotychczas jedynie w badaniach naukowych. Przeszkodą w jej rozpowszechnieniu jest wysoki koszt wideodermatoskopów. Technika ta w medycynie weterynaryjnej używa jest od niedawna, typowa jest obecność lekko zakrzywionych włosów określanych jako „włosy o kształcie przecinka”.

Badanie mikroskopowe włosa

Najważniejszą i najczęściej stosowną techniką diagnostyczną jest badanie mikroskopowe włosa. Podstawową jej zaletą jest bardzo szybki wynik. W przypadku zakażenia widoczne są zarodniki (artrokonidia) grzybów otaczających włos. We wnętrzu włosa mogą być natomiast widoczne strzępki dermatofitów. Włosy z podejrzeniem dermatofitoz oglądamy pod powiększeniem 100x. Metoda ta nie sprawdza się w przypadku postaci guzowatych choroby.

Ponadto w rozpoznaniu można wykorzystać badanie zeskrobiny, której czułość jest zbliżona do badania mikroskopowego włosa.

Badanie hodowlane

Badanie hodowlane należy do najczulszych metod służących  do rozpoznawania zakażeń dermatofitami. Podstawową zaletą metody jest możliwość identyfikacji gatunkowej dermatofita co może ułatwić leczenie. Wadą natomiast jest długi czas oczekiwania na uzyskanie wyniku. Dermatofity hodowane są na podłożu Sabourauda lub tez podłożu DTM (Dermatophyte Test Medium).

Badanie PCR

Badanie PCR w diagnostyce dermatofitoz stosowane jest od niedawna. Technika ta przydatna jest również w diagnostyce postaci guzowatych. DNA dermatofitów wykrywane jest w wycinkach skóry pobranych metodą biopsji.

Postacie guzowate są rozpoznawane  poprzez badanie histopatologiczne. W przypadku podejrzenia  zmian  grzybiczych wykorzystujemy  barwienie  histochemiczne metodą PAS oraz Gomoriego w modyfikacji Grocotta).

Pobierz algorytm rozpoznawania grzybic powierzchownych (dermatofitoz)

Dermatofitozy – leczenie

Leczenie grzybic powierzchownych może być prowadzone poprzez leczenie miejscowe, leczenie ogólnoustrojowe oraz szczepienia metafilaktyczne. Metody te mogą być również łączone ze sobą.

Leczenie miejscowe, stosowane jest u psów, ponieważ u kotów w związku z ich behawiorem preparaty podawane miejscowo są szybko usuwane ze skóry.  Dużą skuteczność w leczeniu ma wielosiarczek wapnia (ciecz kalifornijska). Zalecanym roztworem do stosowania u zwierząt jest rozcieńczenie 1:33, (zwykle preparat rozcieńcza się 15 do 60 ml/l).  Stosuje się go raz lub dwa razy w tygodniu, czas leczenia wynosi około miesiąca. Wielosiarczek wapnia posiada dodatkowo właściwości keratolityczne co może być użyteczne w przypadkach gdy występuje nadmierne rogowacenie w miejscach występowania zmian.

Miejscowo można stosować enilkonazol w stężeniu 0,2%. Zwykle  używa się go jeden do dwóch razy w tygodniu (lepsze efekty daje częstsze stosowanie). Do wyleczenia dochodzi po około miesiącu jego stosowania.

Ponadto miejscowo można stosować połączenie mikonazolu, ketokonazolu lub terbinafiny  z  chlorcheksydyną.

W przypadku występowania zmian ogniskowych u psów, można stosować leki w postaci maści lub kremów zawierających w swoim składzie clotrimazol, mikonazol,  itrakonazol, terbinafinę, enilkonazol.

W leczeniu ogólnoustrojowym można zastosować itrakonazol. Lek stosowany  jest doustnie w dawkach od 5-10 mg/kg m.c. Istnieją różne protokoły jego podawania: podawanie codziennie przez 21 lub 28 dni a następnie  w naprzemienne tygodnie. Czas leczenie jest zwykle długi, nawet do czterech miesięcy. Kolejnym lekiem stosowanym ogólnoustrojowo jest ketokonazol. Zalecane dawkowanie leku to 10 mg/kg m.c. dziennie przez czas kilku tygodni (zwykle co najmniej 3, zadaniem autorów lek powinien być podawany przez co najmniej miesiąc). Flukonazol podawany jest w dawce 10 mg/kg m.c jeden raz dziennie. Terbinafina w przypadku dermatofitoz stosowana jest w dawkach od 5 do 40 mg/kg m.c. Leczenie trwa od 35 do 158 dni.

Szczepionki zawierajcie w swoim składzie antygeny dermatofitów mogą być stosowane zarówno w zapobieganiu chorobie jak i w leczeniu jako szczepienia metafilaktyczne (w tym drugim przypadku wskazane jest przed szczepieniem wykonanie identyfikacji gatunkowe grzyba, chociaż w przypadku dermatofitów istniej duże pokrewieństwo antygenowe i szczepionki  zawierające antygeny dermatofitów z rodzaju Microsporum powinny być skuteczne w przypadku wszystkich gatunków tego rodzaju). Wymagane jest podanie 2 a niekiedy 3 dawek szczepionki w odstępie 2-3 tygodni

Szczepionki, poza leczeniem, w przypadku już obecnych objawów choroby, stosowane są również jako element profilaktyki.

Sporo dermatofitów może długo zachowywać zakaźność w środowisku. Wskazane jest odpowiednie postępowanie w celu jego dezynfekcji. Do dezynfekcji można zastosować podchloryn sodu, enilkonazol, monosiarczan potasu oraz nadtlenek wodoru o przyśpieszonym uwalniania.

Należy również wspomnieć o aspekcie zootycznym choroby, ponieważ istniej możliwość zakażania się właścicieli od chorych zwierząt.

Autor:dr hab. Marcin Szczepanik

kryll@poczta.onet.pl

Zdjęcia: Z zasobów autora

Zalecane piśmiennictwo

1. Abramo, F., Vercelli, A., & Mancianti, F. Two cases of dermatophytic pseudomycetoma in the dog: an immunohistochemical study. Dermatol. 2001, 12, 203–7.
2. Asawanonda P, Taylor C. R.,  Wood’s light in dermatology J. of Dermatol. 1999, 38, 801–807
3. Bergman RL, Medleau L, Hnilica K et al. Dermatophyte granulomas caused by Trichophyton mentagrophytes in a dog. Vet Dermatol 2002; 13: 51–
4. Black SS, Abemethy TE, Tyler JW et al. Intra-abdominal dermatophytic pseudomycetoma in a Persian cat. J Vet Intern Med 2001; 15: 245–
5. Bond R, Pocknell A, Toze C. Pseudomycetoma caused by Microsporum canis in a Persian cat: lack of response to oral terbinafine. J Small Anim Pract 2001; 42: 557–
6. Carlotti DN, Guinot P, Meissonnier E et al. Eradication of feline dermatophytosis in a shelter: a field study. Vet Dermatol 2010; 21: 259–
7. Chang SC, Liao JW, Shyu CL, Hsu WL, Wong ML. Dermatophytic pseudomycetomas in four cats. Vet Dermatol. 2011, 22, 181-7.
8. Chansiripornchai P, Suanpairintr N. Treatment of Microsporumcanis infection in a cat using a fungal vaccine. Thai J Vet Med 2015; 45: 645–
9. Colombo S, Cornegliani L, Vercelli A. Efficacy of itraconazole as a combined continuous/pulse therapy in feline dermatophytosis: preliminary results in nine cases. Vet Dermatol 2001; 12: 347–
10. Colombo S., Scarampella F., Ordeix L., Roccabianca P. Dermatophytosis and papular eosinophilic/mastocytic dermatitis (urticaria pigmentosa-like dermatitis) in three Devon Rex cats. J Feline Med. Surg. 2012, 14, 498-502.
11. Curtis Diagnostic Techniques and Sample Collection Clinical Techniques in Small Animal Practice 2001, 16, 199-206
12. Dazbrowska I, Dworecka-Kaszak B, Brillowska-Dazbrowska A. The use of a one-step PCR method for the identification of Microsporum canis and Trichophyton mentagrophytes infection of pets. Acta Biochim Pol 2014; 61: 375–
13. Dong C, Angus J, Scarampella F et al. Evaluation of dermoscopy in the diagnosis of naturally occurring dermatophytosis in cats. Vet Dermatol 2016; 27: 275–e65.
14. Draghici A. K. Aspects concerning the diagnosis by direct microscopic examination of the samples in cats Scientia Parasitologica, 2006, 3-4, 85-91
15. Gross T.L., Ihrke P. Walder E.J., Affolter V.K.: Skin diseases of the dog and cat. Clinical and Histopathologic Diagnosis 2005 by Blackwell Science Ltd.
16. Guillot J, Latie L, DevilleMet al. Evaluation of the dermatophyte test medium RapidVet-D. Vet Dermatol 2001; 12: 123–
17. Hill P, Lo A, Eden CA et al. Survey of the prevalence, diagnosis and treatment of dermatological conditions in small animal general practice. Vet Rec 2006; 158: 533–
18. Hnilica KA, Medleau L. Evaluation of topically applied enilconazole for the treatment of dermatophytosis in a Persian cattery. Vet Dermatol 2002; 13: 23–
19. Lund A., DeBoer D. J.: Immunoprophylaxis of Dermatophytosis in Animals.  Mycopathologia. 2008, 166, 407–424.
20. Miller RI .Nodular granulomatous fungal skin diseases of cats in the United Kingdom: a retrospective review. Dermatol. 2010, 21,130-5.
21. Moriello A Diagnostic Techniques for Dermatophytosis Clinical Techniques in Small Animal Practice, 2001, 16, 219-224
22. Moriello K. Feline dermatophytosis aspects pertinent to disease management in single and multiple cat situations. J Feline Med Surg 2014; 16: 419–
23. Moriello KA, Deboer DJ, Volk LM et al. Development of an in vitro, isolated, infected spore testing model for disinfectant testing of Microsporum canis Vet Dermatol 2004; 15: 175–180.
24. Moriello KA, Verbrugge M. Changes in serum chemistry values in shelter cats treated with 21 consecutive days of oral itraconazole for dermatophytosis. Vet Dermatol 2013; 24: 557–
25. Mugnaini L, Nardoni S, Pinto L et al. In vitro and in vivo antifungal activity of some essential oils against feline isolates of Microsporum canis. JMycol Med 2012; 22: 179–
26. Muller A, Guaguere E, Degorce-Rubiales F et al. Dermatophytosis due to Microsporum persicolor: a retrospective study of 16 cases. Can Vet J 2011; 52: 385–
27. Nam H-S, Kim T-Y, Han S-H et al. Evaluation of therapeutic efficacy of medical shampoo containing terbinafine hydrochloride and chlorhexidine in dogs with dermatophytosis complicated with bacterial infection. J Biomed Res 2013; 14: 154–
28. Nardoni S, Franceschi A, Mancianti F. Identification of Microsporum canis from dermatophytic pseudomycetoma in paraffin-embedded veterinary specimens using a common PCR protocol. Mycoses 2007; 50: 215–
29. Newbury S, Moriello K, Verbrugge M et al. Use of lime sulphur and itraconazole to treat shelter cats naturally infected with Microsporum canis in an annex facility: an open field trial. Vet Dermatol 2007; 18: 324–
30. Olender V.: Jakie problemy dermatologiczne dominują w populacji psów i kotów w Polsce? w: Choroby dermatologiczne u psów i kotów w Polsce 2013 red. Pomorska-Handwerker D. Royal Canin. Niepołomice 2013.
31. Scarampella F, Zanna G, Peano A et al. Dermoscopic features in 12 cats with dermatophytosis and in 12 cats with selfinduced alopecia due to other causes: an observational descriptive study. Vet Dermatol 2015; 26: 282-e63.
32. Sparkes A, Robinson A, MacKay A et al. A study of the efficacy of topical and systemic therapy for the treatment of feline Microsporumcanis J FelineMed Surg 2000; 2: 135 142.
33. Thian, Woodgyer A.J., Holloway S.A., Dysgonic strain of Microsporum canis pseudomycetoma in a Domestic Long-hair cat. Aust. Vet. J. 2008, 86, 324–328.
34. Tostes, R. A. Giuffrida, R.: Dermatophytic pseudomycetoma in felines. Rural [online]. 2003, 33, 363-365.